Le marquage des plaquettes à la biotine est un outil prometteur pour l’analyse des plaquettes in vivo. La méthode choisie pour des essais cliniques en transfusion doit limiter les altérations plaquettaires et respecter les bonnes pratiques de fabrication (BPF).

3×3 concentrés plaquettaires (CP), issus du « pool&split » à jour 1 et conservés en SSP+ à 22°C sous agitation sont étudiés pendant 7jours post-don (phénotype et fonctions) par cytométrie en flux (CF) (PAC-1, CD62P, CD42b et Lactadhérine), par agrégométrie (ADP ou collagène±épinéphrine) et à l’aide de choc hypotonique.

Méthode (1) Le CP est lavé avant et après marquage (8mg de biotine/poche, 10 % ACD-A/SSP+). Les plaquettes sont finalement re-suspendues dans le plasma/SSP+ initial.

Méthode (2) Sans lavage, 1/5 de la poche est biotinylé (12mg). La portion marquée est remise dans le CP initial. Le marquage s’effectue avec du Sulfo-NHS-SS-Biotin en 30min.

CP non modifié (C).

Tous les CP répondent aux spécifications en vigueur. Les marquages (1) et (2) sont stables au cours du stockage et permettent une ségrégation des plaquettes marquées par CF. Les réponses aux tests de fonctionnalité et les différents paramètres chimiques (pH, glucose, lactate) sont équivalents dans les 3 conditions. Cependant, la méthode (1) avec ses étapes de lavage induit une activation (CD62P) et une expression de la lactadhérine plus élevées que (2) ou (C). Comme attendu, une réponse plus faible à l’ADP a été observée avec (1). La méthode (2) permet de limiter l’impact sur le CP et est plus proche du CP standard.

Ces données montrent de nouvelles manières innovantes de biotinyler des CP selon les BPF (Tableau 1).